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标题: 冠状动脉粥样硬化与细胞周期调控 [打印本页]

作者: 踏雪无痕 时间: 2012-1-5 06:35
标题: 冠状动脉粥样硬化与细胞周期调控
冠状动脉粥样硬化(atherosclerosis, AS)以冠脉内皮细胞功能障碍为起点，经过脂纹细胞形成期、中间病变期、成熟斑块期，最终演进至不稳定粥样斑块破裂、出血及局部血栓的迅速形成，导致急性冠脉综合征(acute coronary syndromes, ACS)。其中，斑块内血管平滑肌细胞（vascular smooth muscle cell，VSMC）趋化、迁移至血管内膜及局部过度增殖，在冠脉AS的病理演进及其介入治疗后冠脉再狭窄的病变中起着关键作用。目前已有足够的研究证据表明，细胞周期作为各种因素**细胞增殖的最后信号通路，在上述病理改变的VSMC过度增殖中占据中心地位。

1  细胞周期进展及调控概述

细胞周期按时相顺序依次进展至G1期（DNA合成准备期）、S期（DNA合成期）、G2期（有丝分裂准备期）和M期（有丝分裂期），最终实现细胞增殖。细胞周期，尤其是G1/S期与G2/M期两个校正点的转换，受细胞周期蛋白（cyclins，A～H）、细胞周期蛋白依赖性激酶（CDKs，1～8）及细胞周期蛋白依赖性激酶抑制物(CDKIs)时空而有序的调控。其中，CDKs为细胞周期进展的调控枢纽；cyclins与CDKs形成各种cyclin-CDKs复合物，并激活CDKs而促进细胞周期进展，而CDKIs则通过抑制CDKs活性而负向调控细胞周期进展。CDKIs分为Ink4家族（包括p14，p15，p16，p18及p19）与Kip家族（包括p21，p27及p57）。

细胞内外各种促分裂信号激活平时处于非增殖状态G0期的VSMC，导致细胞内形成cyclin D-CDK4及cyclin D-CDK6复合物，两者将视母细胞瘤蛋白（RB）磷酸化，引起RB与转录因子家族E2F分离，E2F继而激活G1/S期转换基因如cyclins E，A及CDK2等的表达，从而促进细胞周期进展。而一些分裂抑制信号可激活p53，后者通过诱导p21的表达而间接抑制G1期cyclin-CDKs复合物的活性。G2/M期的转换则是通过CDC25C磷酸酶将CDK1去磷酸化而激活cyclin B-CDK1复合物来实现的；而Weel和Myt1通过磷酸化抑制CDK1来阻碍细胞周期进展。值得提出，作为血管活性物质的一氧化氮（NO）能分别上调p21和下调CDK2与cyclin A的表达，而导致细胞周期的停滞。

2  AS病理演进中的细胞周期失控

包括高脂血症、高血压及高血糖等多种生物、物理因素引起的血管损伤及炎症反应可促发局部VSMC经历细胞周期而在内膜下发生过度增殖，在AS的病理发生、发展及AS冠脉再狭窄的一系列病理过程中扮演着关键性角色。

2.1AS发生、发展中的细胞周期失控氧化型低密度脂蛋白(oxLDL)可通过**血管壁的细胞增殖来参与AS的病理发生。Zettler等［1］研究发现，oxLDL可能通过增加CDK2，CDK4, cyclin B及cyclin D等细胞周期正调控因子的表达，来促进体外培养的人纤维细胞及兔VSMC增殖；尽管oxLDL也增加细胞周期负调节因子p21和p27的表达，但二者表达的增加程度低于正调节因子表达的增加程度。提示oxLDL可能通过促进细胞周期进展来诱发血管壁细胞增殖。β-VLDL作为体内血脂代谢的另一产物，可能与表皮生长因子(EGF)协同下调VSMC内p27的表达并诱导cyclin D1表达，来促进AS斑块内VSMC进入细胞周期而发生过度增殖。而在AS易感的apo-E基因缺失小鼠体内，p27基因的合并缺失将进一步诱发AS［2］。此外研究发现，人冠脉AS斑块p27表达显著降低，进一步提示p27表达减少在冠脉AS病理发展中起重要作用［3］。

作为p21基因表达的调控因子，p53亦与AS的发生、发展有密切的关系。Antonio等［4］认为p53参与了血管中膜VSMC静息状态的维持，而ox-LDL、低氧血症等多种**因子可抑制细胞内p53的基因表达，进而导致血管中膜VSMC迁移至内膜并过度增殖的AS斑块早期病理改变。另有研究亦提示，在p53和apo-E双基因敲除的小鼠体内，其AS病理进展增快、晚期AS不稳定斑块更易于破裂导致ACS。

此外，AS斑块局部产生的一些炎性细胞因子参与了AS病理演进中VSMC在局部的过度增殖。Nathe等［5］通过对狒狒主动脉VSMC的体外培养实验发现，前炎性细胞因子IL-1β可通过下调p21和p27的表达来间接增强CDKs活性，并增强血小板来源性生长因子(platelet-derived growth factor-BB，PDGF-BB)对细胞内CDK2活性的诱导作用，来促进VSMC增殖。

2.2 细胞周期在冠脉AS介入后再狭窄中的意义

冠脉再狭窄已成为冠脉AS介入治疗失败的一个重要原因。目前认为，冠脉AS介入后再狭窄机制主要包括：血管壁弹性回缩、局部血栓形成和细胞外基质过度形成，以及介入性血管损伤引起的局部血管内膜的VSMC迁移及过度增殖。其中，VSMC的局部过度增殖在冠脉介入远期再狭窄的病理发展中起关键作用。

研究发现，冠脉AS介入支架内再狭窄斑块中p27表达显著降低［3］，提示p27在抑制冠脉AS介入后再狭窄的VSMC过度增殖中起重要作用。p27可能通过抑制CDKs依赖性的RB磷酸化，使细胞周期停滞于G1期而阻碍冠脉AS及介入后再狭窄中的VSMC血管内膜及细胞增殖［6］。此外，p21和p57亦可使VSMC大部分停滞于细胞周期的G1期，在兔体内过度表达p57能显著抑制由球囊血管成形术引起的血管腔内膜增生反应［7］。

值得提出，Zhang等［8］通过细胞培养实验发现，PDGF可通过增加VSMC中cyclin A 和CDK2表达及抑制p57表达，来促进VSMC增殖，从而在冠脉AS及其介入治疗后再狭窄的病理演进中占有重要的地位。

3 细胞周期调控在AS及AS冠脉介入后再狭窄防止中的意义

作为各种细胞内外信号引起细胞增殖的最后通路，细胞周期中各种调控蛋白自然成为防止冠脉AS及其介入治疗后血管再狭窄的作用靶对象，一些抑制细胞周期进展的药物或基因治疗有着相当的临床应用前景。

现已发现，胰岛素增敏剂TZDs(Thiazolidinediones)可能通过抑制血管壁多种细胞如VSMC细胞内RB磷酸化，来诱导G1期停滞［9］；亦可能以非CDKI（p21和p27）依赖性方式减少cyclin D1和cyclin E的水平，最终通过抑制VSMC增殖来减少包括冠脉AS在内的糖尿病性AS发生风险。AS斑块内微血管形成是AS斑块破裂形成ACS的一个重要机制。Vincent等［10］研究发现，HMA-COA还原酶抑制剂西立伐他汀能增加微血管内皮细胞p21表达，引起细胞周期停滞于G1/S期，从而抑制由生长因子诱发的微血管内皮细胞增殖，最终延缓AS至ACS的病理进展。此外，Brooks等［11］对鼠A10-VSMC的细胞培养实验发现，阿斯匹林、水杨酸钠等非甾体类抗炎药物能以剂量依赖性方式增加细胞内p21和p27的表达，进而抑制细胞增殖，提示非甾体类抗炎药在冠脉AS及其介入治疗后再狭窄治疗中的临床应用潜能。雷帕霉素(Rapamycin，RPM)是新近药物防止冠脉介入再狭窄的研究热点，它能抑制生长因子对p27表达的下调，并降低cyclin D-CDK4及cyclin E-CDK2复合物的激酶活性，从而诱导VSMC停滞于G1期。

基因治疗为冠脉介入再狭窄的细胞周期负调控提供了另一手段。这可通过抑制细胞周期正调控基因的表达或过度表达细胞周期负调控基因来实现。如通过腺病毒转染技术将p21和p27过度表达可有效地防止新生内膜形成，而将内皮源性NO合酶基因过度表达后，可通过增加细胞内p27和p21的表达而延缓VSMC的细胞周期进展［12］。

由于冠脉支架植入技术的日臻成熟，通过支架介入将药物或基因导入AS病灶局部已成为目前相关药剂的研制方向。支架为在局部较长时间导入高浓度的药剂提供了一个良好的支撑，尤其是生物可吸收性及微孔支架的应用更是带来了新的理想导入手段。最近RAVEL(Randomized study with the Sirolimus-eluting VELocity Balloon-Expandable Stent)试验对有单一、始发的、长度<18 mm冠脉病变的238例患者分别应用雷帕霉素(RPM，载药剂量140 μg/cm2)包被BX支架(120例)及无RPM包被的BX裸支架(118例)进行介入治疗。随访6个月发现，相比BX裸支架介入组中冠脉再狭窄率为26%，RPM包被BX支架介入组中无一例发生冠脉再狭窄；且后者介入1年后的主要心血管不良事件发生率(5.8%)亦显著低于BX裸支架介入组的28.8%(P<0.0001)［13］。

4展望

目前，针对冠脉AS病理演进中细胞周期失控的基础与临床研究不断出现，一些冠脉介入后再狭窄的化学性增殖抑制剂和基因治疗的临床试验已处于早期阶段并已取得了令人鼓舞的结果。然而，将这些研究成果在临床上广泛应用推广尚存在相当距离，而且这方面的治疗亦尚存在多种关键性技术“瓶颈”，如确定体内细胞周期调控靶对象、寻找将药物或基因导入体内的途径，以及如何在减少副作用的同时提高治疗效率等。相信随着这方面的研究深入，通过对细胞周期的调控将为冠脉AS及其相关性病变的治疗带来新的策略和希望。

参考文献

1.Zettler ME, Prociuk MA, Austria JA, et al. OxLDL stimulates cell proliferation through a general induction of cell cycle proteins. Am J Physiol Heart Circ Physiol, 2003, 284(2):H644
2.Diez-Juan A, Andres V. The growth suppressor p27(Kip1) protects against diet-induced atherosclerosis. FASEB J, 2001, 15(11):1989
3.Braun-Dullaeus RC, Ziegler A, Bohle RM, et al. Quantification of the cell-cycle inhibitors p27(Kip1) and p21(Cip1) in human atherectomy specimens: primary stenosis versus restenosis. J Lab Clin Med, 2003, 141(3):179
4.Antonio RC, Pilar RE, Susanna F, et al. Mitogen-induced p53 downregulation precedes vascular smooth muscle cell migration from healthy tunica media and proliferation.  Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2001, 21:214
5.Nathe TJ, Deou J, Walsh B, et al. Interleukin-1 beta inhibits expression of p21(WAF1/CIP1) and p27(KIP1) and enhances proliferation in response to platelet-derived growth factor-BB in smooth muscle cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2002,22(8):1293
6.Diez-Juan A, Andres V. Coordinate control of proliferation and migration by the p27Kip1/cyclin-dependent kinase/retinoblastoma pathway in vascular smooth muscle cells and fibroblasts.  Circ Res, 2003, 92(4):402
7.Takagi Y. Adenovirus-mediated overexpression of a cyclin-dependent kinase inhibitor, p57Kip2, suppressed vascular smooth muscle cell proliferation.  Hokkaido Igaku Zasshi, 2002, 77(3):221
8.Zhang J, Fu M, Zhu X, et al. Peroxisome proliferator-activated receptor delta is up-regulated during vascular lesion formation and promotes post-confluent cell proliferation in vascular smooth muscle cells. J Biol Chem, 2002, 277(13):11505
9.Hsueh WA, Law RE. PPARgamma and atherosclerosis: effects on cell growth and movement. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2001, 21(12):1891
10.Vincent L, Soria C, Mirshahi F, et al. Cerivastatin, an inhibitor of 3-hydroxy-3-methylglutaryl coenzyme a reductase, inhibits endothelial cell proliferation induced by angiogenic factors in vitro and angiogenesis in in vivo models. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2002, 22(4):623
11.Brooks G, Yu XM, Wang Y, et al. Non-steroidal anti-inflammatory drugs (NSAIDs) inhibit vascular smooth muscle cell proliferation via differential effects on the cell cycle. J Pharm Pharmacol, 2003, 55(4):519
12.Sato J, Nair K, Hiddinga J, et al. eNOS gene transfer to vascular smooth muscle cells inhibits cell proliferation via upregulation of p27 and p21 and not apoptosis. Cardiovasc Res, 2000, 47(4):697
13.Morice CM, Serruys PW, Bode C, et al. A randomized comparison of a sirolimus-eluting stent with a standard stent for coronary revascularization. N Engl J Med, 2002, 346:1773

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